FAQ

Zuerst müsst ihr euch für eine geeignete Messmethode (z.B. ESI, EI-DIP…) entscheiden. Im Anschluss geht ihr auf unsere Website, füllt den passenden Probenzettel vollständig aus (den ihr hier findet) und druckt diesen aus.

Der Probenabgaberaum befindet sich in der OC im 4. Stock, Raum 436. Eure Proben könnt ihr dann hinten links am Fenster in das weiße Rack stellen (bitte in das richtige Abteil für die jeweilige Methode) und den dazugehörigen Probenzettel (für jede Probe bitte EINEN Zettel) in die Ablage daneben einsortieren.

Wenn eure Proben gemessen sind findet ihr sie vorne links auf der Laborbank, sortiert nach Instituten. Gemessene Proben bitte immer wieder mitnehmen!

Sollte mal etwas nicht stimmen mit eurer Probe oder wichtige Angaben fehlen, dann findet ihr sie mit einem Kommentar auf der Laborbank zwischen den gemessenen und den abgegebenen Proben. Kontrolliert auch eure E-Mails, manchmal nehmen wir auch über diesen Weg Kontakt mit euch auf.

Es ist sehr wichtig, dass die Angaben zu euren Proben (vor allem die zu Einwaagen und Konzentrationen) richtig angegeben werden. Ist dies nicht der Fall kann es sein, dass eure Proben nicht optimal ionisiert oder detektiert werden können und am Ende euer Spektrum nicht die Aussagen liefert, die gewünscht sind.

Wichtig sind auch die Benutzernamen, sind diese falsch angegeben können eure Daten nicht korrekt in eure Chemserv-Ordner einsortiert werden.

In unserem Probenraum findet ihr wenn ihr reinkommt rechts einen Kühlschrank und einen Tiefkühler. Legt eure Proben gerne in die dafür beschrifteten Kästen rein und notiert es auf dem Probenzettel, damit wir die Proben auch finden.

Je nach gewünschter Methode gibt es unterschiedliche Möglichkeiten luftempfindliche Proben vermessen zu lassen. Dafür sprecht uns am besten direkt an.

Das ist kein Problem. Füllt dazu bitte für jede Methode einen Probenzettel aus, notiert auf diesen, dass die Probe auch mit einer anderen Methode gemessen werden soll und gebt die Probe wie gewohnt ab.

Wenn bei euch mal mehr Proben als normal anfallen, dann sprecht das bitte mit uns ab, sodass wir einen geeigneten Messtermin finden können. Bitte nicht jeden Tag nur einen Bruchteil abgeben und das über mehrere Tage verteilen.

ESI-Proben können gegebenenfalls auch aus Wellplates vermessen werden, dafür sprecht uns bitte an.

Wenn ihr euch unsicher seid, nehmt gerne Kontakt mit uns auf. Grob kann man die Methoden folgendermaßen einordnen:

• EI
  Die Elektronenionisation, früher auch als Elektronenstoßionisation bezeichnet, wird weit verbreitet bei der Analyse von kleinen organischen Molekülen eingesetzt.
  EI-Routinemessungen decken einen Massenbereich von 35-1000 m/z ab.


• ESI
  Die Elektrospray-Ionisation wird verbreitet zur Untersuchung großer Moleküle eingesetzt, sie eignet sich aber auch gut zur Ionisation von kleineren und mittleren Molekülen, sofern sie eine oder mehrere funktionelle Gruppen besitzen, die gut ionisierbar sind. ESI-Messungen eignen sich sowohl für positiv und negativ ionisierbare Proben. Zu beachten ist das Auftreten von Mehrfachladungen insbesondere bei größeren Molekülen.
  ESI-Routinemessungen decken einen Massenbereich von 110-3200 m/z ab (niedriger nach Absprache und Anmeldung möglich).


• MALDI
  Die Matrix-unterstützte Laser-Desorption/Ionisation kommt häufig zum Einsatz für Analysen von sehr großen Molekülen oder stark polaren Verbindungen (z.B. Proteine, Polymere, Peptide, Metallkomplexe).
  Der Standard-Messbereich liegt je nach Methode zwischen 800 Da und etwa 100 kDa . Niedrigere Massen können auch bestimmt werden, allerdings ist die Kalibrierung in diesem Bereich nicht so gut und man sieht mehr Störpeaks im Spektrum. Bei MALDI-Messungen wird standardmäßig ein Matrixblank mitgemessen und mitgeschickt.


Bei beiden Methoden werden die Proben in einer EI-Quelle (Elektronen(stoß)ionisation) ionisiert.

Bei der EI-DIP-Methode (Direct Insertion Probe, Direkteinlass) wird die Substanz direkt in die Quelle gebracht, verdampft und ionisiert.
Bei der GC-MS-Methode (Gaschromatographie gekoppelt an Massenspektrometrie) wird die Probe über eine Kapillarsäule getrennt, bevor sie in der EI-Quelle ionisiert wird.

Bitte beachten: Nicht alle Substanzen sind GC-gängig!

Einige Proben sind nicht mit der auf dem Probenzettel angegebenen Methode messbar: 
Sehr leichtflüchtige Substanzen können beim Einschleusen in die Quelle schon verdampft sein, bevor die Messung gestartet wird.

Bei GC-MS Messungen kommt es vor, dass Substanzen nicht über die Säule kommen oder sich im heißen Injektor zersetzten.

Wir behalten uns Änderungen in der Messmethode vor, um eure Proben optimal zu messen und dabei unsere Geräteinfrastruktur zu erhalten.

Wenn Interesse an LC-MS-Messungen besteht nehmt gerne Kontakt mit uns auf und wir besprechen die Notwendigkeit und das weitere Vorgehen.

Wir haben diverse Möglichkeiten für MS/MS-Messungen, wenn daran Interesse besteht sprecht uns einfach an und wir sprechen über die Möglichkeiten.

Hier ist einmal eine Übersicht darüber welche Matrices wir vor Ort haben und wofür sie am besten genutzt werden.

Für Standardmessungen nutzen wir hauptsächlich:


• HCCA (α- Cyano- 4- hydroxycinnamic acid)
  
Für Peptide,  Proteine und Protein-Verdau mit Massen von 0,7 to 20 kDa.
  
• 2,5-DHB (2,5-Dihydroxybenzoic acid)

  Unsere meist verwendete Matrix. Einsatzgebiet: Peptide, Proteine, Polymere, Kohlenhydrate (z.B. Glykane) sowie Phosphopeptide und Glykoproteine.
  
• Dithranol (1,8-Dihydroxy-10H-anthracen-9-on)

  Wird bei uns hauptsächlich für unpolare Polymere genutzt. Oft mit einem Salz wie NaTFA oder AgTFA für eine bessere Ionisierung.

  

• 2,5-DHAP (2,5-Dihydroxyactetophenone)

  2,5-DHAP wird zur Messung intakter Proteine mit einer Masse von 8–100 kDa genutzt.
  
• SA (Sinapinic acid (trans-3,5-dimethoxy-4-hydroxycinnamic acid))
  
Für größere Proteine (10–150 kDa) und einige polare Polymere.
  
• SDHB (90:10 Mischung von 2,5-DHB und 2-Hydroxy-5-methoxybenzoic acid)

  Für sehr große Proteine und Glycoproteine. Auch für top-down-sequencing (ISD) Messungen von intakten Proteinen.
  
• 3-HPA (3-Hydroxypicolinic acid)
  
Diese Matrix eignet sich für die Messung von Oligonukleotiden (DNA/RNA) zwischen 1 und 30 kDa.
  
• THAP (2,4,6-Trihydroxyacetophenone)

  Für Oligonukleotide
  
• HABA (2-(4-Hydroxyphenyl-azo)benzoic acid)

  Z.B. für Peptide, Proteine, Glykoproteine und Polystyrol.
  
• 9-NA (9-Nitroanthracene)
  
• 9-AA (9-Aminoacridine)
  
• DCTB (2-[(2 E)-3-(4-tert-Butylphenyl)-2-methylprop-2-enyliden]malonitrile)
  

Ihr habt Peaks in eurem Spektrum bzw. euer Spektrum sieht komisch aus? Vielleicht ist die Probe mit der gewählten Methode nicht ionisierbar bzw. die Konzentration ist zu niedrig. In so einem Fall sieht man hauptsächlich Peaks aus dem Gerät und den Lösungsmitteln. Vergleicht eure Spektren bitte mit dem Untergrund in eurem Chromatogramm oder, für ESI-Messungen, den Blankmessungen (online auf unserer Seite als Rohdaten-Download oder PDF) unseres Gerätes/unserer Laufmittel.

Ein Grund hierfür kann eine zu hohe Konzentration sein! In der Analytik stimmt der Satz „viel hilft viel“ nicht, zu hohe Peaks sorgen für eine schlechtere Massengenauigkeit.
Manchmal liegt das Problem in der automatischen Auswertung von MestreNova. Am besten immer die Proben selbst einmal „auswerten“ und sich die einzelnen Spektren angucken. Eine genauere Anleitung dazu findet ihr auf unserer Website unter dem Punkt Auswertung.

Die Probe erneut abgeben verhilft meistens nicht zu einem besseren Ergebnis! Im Zweifel kommt gern bei uns vorbei und wir schauen uns das Problem gemeinsam an.

Einige Proben sind nicht mit der auf dem Probenzettel angegebenen Methode messbar: 
Sehr leichtflüchtige Substanzen können beim Einschleusen in die Quelle schon verdampft sein, bevor die Messung gestartet wird.
Bei GC-MS Messungen kommt es vor, dass Substanzen nicht über die Säule kommen oder sich im heißen Injektor zersetzten.

Wir behalten uns Änderungen in der Messmethode vor, um eure Proben optimal zu messen und dabei unsere Geräteinfrastruktur zu erhalten.

Die Daten werden als Rohdaten ausgegeben, dazu werden sie in euren Chemserv-Ordner hochgeladen. Damit dies auch funktioniert ist es wichtig den richtigen Benutzernamen, Arbeitskreis und das Institut anzugeben.

Eine genaue Anleitung dazu, wie die Daten ausgewertet und verarbeitet werden können findet ihr auf unserer Website unter dem Punkt Auswertung.
Seht euch auch die verlinkten Videos an, diese sind auch sehr hilfreich alle Hauptfunktionen von MestreNova zu verstehen.

Proben die in Chloroform gelöst sind, bitte nur in Glasvials abgeben. Wenn ihr die Probe in Plastikcaps oder -tubes abgebt, löst das Chloroform innerhalb kürzester Zeit Substanzen heraus und eure Spektren weisen starke Verunreinigungen auf!

Es ist sehr wichtig, dass die angegebene Konzentration stimmt. Ist sie zu niedrig bekommt ihr kein Ergebnis bzw. eure Messung sieht aus wie unser Blindwert. Gebt ihr eine viel höhere Konzentration ab kommt es zu Verunreinigungen vom Gerät und im schlimmsten Fall anderen Proben. Das Gerät muss dann intensiv gespült und gereinigt werden, was die Messung aller Proben verzögert. Außerdem schaden zu hohe Konzentrationen dem Detektor und eure exakte Masse stimmt in dieser Messung oftmals nicht.

Benutzt wenn möglich bitte lösungsmitteldichte Gefäße. Je nachdem wie lange die Proben im Probenraum stehen bevor sie gemessen werden kann es passieren, dass das Lösungsmittel verdampft und die Probe nicht mehr gelöst ist bzw. die Konzentration verfälscht wird.
„Eppis“ sind nicht lösungsmitteldicht, schreibt am besten mit dazu in wie viel Lösungsmittel ihr die Probe gelöst habt, so können wir sie ggf. wieder lösen, wenn alles verdampft ist.