Internships
Internships offered by the Institute of Biochemistry and Molecular
See below for the details, contact person, and dates of the upcoming internships offered and organized by the research groups of Prof. Dr. Betzel, Prof. Dr. Hahn, and Prof. Dr. Ignatova.
Registration
You will need to register for internships via STiNE.
Internship—biochemistry / molecular biology
The internship in biochemistry / molecular biology (62-021.5) is for students of the Bachelors of Science in Molecular Life Sciences and Computing in Science and of Bachelors of Science and Masters of Science in Biology, Chemistry, and Nanosciences.
It imparts fundamental experimental knowledge in the fields of protein chemistry, immunology, and molecular biology. The internship is divided into a protein chemistry and a molecular biology segment. A colloquium is held after each segment, during which the theoretical background and context are discussed. Depending on the degree program, the internship concludes with either a final colloquium or a written examination.
The internship comprises a total of 4 different experiments—each of which is conducted over a period of 4 to 5 days.
Proteinchemischer Teil
Proteinchemie I (Proteinreinigung)
Das Enzym Dihydrofolatreduktase (DHFR) soll aus einem komplexen
Proteingemisch mit Gelfiltration und Ionenaustauschchromatographie
gereinigt werden. Dabei wird mit einer FPLC-Anlage gearbeitet. Jede
Gruppe verwendet unterschiedliche Kombinationen an chromatographischen
Matrizes und Puffern. Die einzelnen Fraktionen werden auf Enzymaktivität
überprüft, sowie mittels Gelelektrophorese (SDS-PAGE) analysiert.
Weiterhin soll die Konzentration des gereinigten Proteins mit
verschiedenen Methoden (BCA-Test, Photometrie, Coomassie-Färbung)
bestimmt, sowie der Extinktionskoeffizient der DHFR ermittelt werden.Proteinchemie II (Immunologie)
In dieser Versuchswoche sollen verschiedene immunologische Techniken
angewendet werden, um ein Antigen zu charakterisieren. Als Antigen
dient die Dihydrofolatreduktase (DHFR). In einem Dot-Blot soll zuerst
herausgefunden werden, welcher von mehreren Zellextrakten das Antigen
enthält. Mit einem Western-Blot werden die verschiedenen Zellextrakte,
sowie Fraktionen der Versuchswoche Proteinchemie I analysiert. Dann soll
in einem Zellextrakt mit einem ELISA die Menge an DHFR bestimmt werden.
Die gereinigte DHFR aus der Versuchswoche Proteinchemie I dient dabei
zum Erstellen einer Eichreihe. Schließlich sollen Versuche zur
Immunpräzipitation der DHFR sowie Reinigung des Immunpräzipitats mittels
Protein G durchgeführt werden.Im proteinchemischen Teil des Praktikums werden folgende Grundtechniken praktisch vermittelt:
Enzymkinetik
- Photometrische Aktivitätstests
- Gekoppelte Enzymreaktion
Proteinreinigung
- Bedienung einer FPLC-Anlage
- Ionenaustauschchromatographie
- Gelfiltration
- Dialyse
- SDS-PAGE
- Proteinbestimmung
Immunologie
- Western Blot
- ELISA
- Immunpräzipitation
Molekularbiologischer Teil
Molekularbiologie I
Ziel dieser Praktikumswoche ist es, mittels molekularbiologischer
Methoden zwei Primerpaare zuzuordnen. Zuerst wird mit den Primerpaaren
mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) ein 300 bp Fragment aus einem
Plasmid amplifiziert. Der Erfolg der PCR wird mit einer Agarose
Gelelektrophorese überprüft. Ein Teil des Amplifikats wird anschließend
zur Herstellung einer Digoxigenin markierten Sonde gefällt und ein
anderer Teil wird in den Vektor pUC19T kloniert. Nach Transformation von
kompetenten E. coli Zellen werden Kolonien mit Insert durch
das Blau-Weiss Screening identifiziert. Die Zellen werden vermehrt und
die Plasmid DNA über eine DNA Minipräparation aus den Zellen isoliert.
Die Plasmid DNA sowie das Ausgangsplasmid werden anschließend mit dem
Restriktionsenzym EcoRI geschnitten und der Verdau gelelektrophoretisch
überprüft. Anschließend erfolgt ein Southern Blot und die Hybridisierung
mit der DIG markierten Sonde. Die Detektion des Digoxigenins erfolgt
schließlich in einem Immunprint.Molekularbiologie II
Mit einer rekombinanten PCR sollen in dieser Versuchswoche gezielt verschiedene Punktmutationen in dem aktiven Zentrum der ß-Lactamase eingebaut werden. Nach Klonierung, Analyse, rekombinante Expression in E. coli Zellen und Isolierung der jeweiligen Mutanten wird die Enzymaktivität bestimmt, die einen Rückschluß auf den Einfluß der Aminosäurereste gibt. Mittels dieser Daten und mit Hilfe der räumlichen Struktur sollen schließlich Vorschläge für den Reaktionsmechanismus erarbeitet und diskutiert werden.Im molekularbiologischen Teil des Praktikums werden folgende Grundtechniken praktisch vermittelt:
- Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
- Klonierung
- Transformation
- Blau-Weiß-Screening
- Southern Blot
- Hybridisierung
- Rekombinante PCR
- Zielgerichtete Mutagenese
- Heterologe Expression
- His-Tag Reinigung
Course dates
Course A (semester course):
22 October 2018–28 November 2018
Experiment days: Mon–Wed, 11 am–6 pm
Preliminary meeting: 15 October 2018, 11 am, Room 19 / BC I
Course B (semester course):
3 December 2018–23 January 2019
Experiment days: Mon–Wed, 11 am–6 pm
Preliminary meeting: 15 October 2018, 11 am, Room 19 / BC I
Course C (vacation course):
25 February 2019–22 March 2019
Experiment days: Mon–Fri, 9 am–6 pm
Preliminary meeting: 28 January 2019, 11 am, Room 19 / BC I
Course D (vacation course):
3 September 2018–28 September 2018
Experiment days: Mon–Fri, 9 am–6 pm
Preliminary meeting: 12 July 2018, 1 pm, Room 19 / BC I
Scripts
Download the course scripts and further documents on the OLAT eLearning platform.
Internship management
Dr. Patrick Ziegelmüller
Room 113 / BC I
Tel: +49 40 42838-2843
ziegelm[at]chemie.uni-hamburg.de
Internship—cell biology
The internship in cell biology (62-414.3) is for students of the Bachelor of Science in Molecular Life Sciences and of the Masters of Science in Chemistry, Nanosciences, and Biology. Master’s students must first complete biochemistry module CHE 21 with 12 ECTS credits.
Countless cell biology experiments are conducted during this internship. The main topics covered are fluorescence microscopy, flow cytometry, apoptosis, in-vitro toxicity testing, and the cultivation of mammalian cells.
The following techniques will be practiced during the internship:
- Kultivierung von Säugerzellen
- Bestimmung der Zellzahl (Neubauer Zählkammer)
- Durchlichtmikroskopie
- Fluoreszenzmikroskopie
- Immunhistochemie
- Durchflusszytometrie
- Färbung mit Hoechst 33258
- Annexin V-Test
- Zellzyklus-Analysen
- Färbung und Nachweis von Organellen
- Proliferationsassay
- Zytotoxizitätsassay
Apoptose
Die Apoptose ist ein programmierter Zelltod, ein Selbstmordprogramm einzelner biologischer Zellen, und spielt eine Rolle bei einer Vielzahl zellulärer Vorgänge. Die Apoptose lässt sich in zwei Phasen, die Initiations- und die Effektorphase, unterteilen. Bei der Initiation kann das Signal zum Auslösen der Apoptose von außen kommen (Stimulierung bestimmter Rezeptoren) oder durch Prozesse innerhalb der Zelle (DNA-Schäden). In diesem Versuch soll zum einen die Rezeptoren für den Tumornekrosefaktor (TNF) auf U937-Zellen mittels Durchflusszytometrischer und Fluoreszenzmikroskopischer Methoden nachgewiesen werden. Anschliessend wird mit dem Tumornekrosefaktor Apoptose bei U937-Zellen ausgelöst und mittels verschiendener Methoden (Annexin V-Test, Hoechst 33258-Färbung) nachgewiesen.
In vitro-Toxizitätsprüfung
Es gibt eine Vielzahl verschiedener
Nachweisverfahren der Vitalität von Zellen. In diesem Versuch werden
zwei häufig verwendete Tests durchgeführt. Die beiden Methoden beruhen
zum einen auf der Bestimmung der metabolischen Aktivität (MTT-Assay) und
zum anderen auf der Messung der Plasmamembranpermeabilität (LDH-Assay)
der Zellen.
Der Nachweis der Zellvitalität mittels des MTT-Assays
beruht auf der Reduktion des MTT-Reagenzes
(3-(4,5-Dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid), einem
schwach gelben Tetrazoliumsalz, welches in die Zellen eindringt, von
mitochondrialen Enzymen gespalten wird und folgend wasserunlösliche,
blaue Formazane bildet. Diese Umwandlung findet nur in lebenden,
stoffwechselaktiven Zellen statt. Die Menge des gebildeten Formazans
kann photometrisch bestimmt werden und korreliert mit der Anzahl
lebender Zellen.Die Zerstörung der Zytoplasmamembran von Zellen ist ein
morphologisches Charakteristikum der Nekrose. Sie führt unter anderem zu
einer Freisetzung von Enzymen ins Zellkulturmedium. Eines davon ist die
Laktatdehydrogenase (LDH), die auch außerhalb der Zelle sehr stabil
ist. Führt nun die zelluläre Aufnahme eines zu testenden Toxins zur
Zerstörung der Zellmembran, entlässt die Zelle u. a. LDH. Der Nachweis
der LDH kann einfach durch Zugabe des Substrates Pyruvat als
photometrische Bestimmung der Konzentrationsabnahme von NADH erfolgen.
Course dates
The courses take place during the semester; the experiments are conducted on Tuesdays, Wednesdays, and Thursdays.
Course A:
2 May 2018–24 May 2018
Experiment days: Tue–Thu, 9 am–6 pm
Preliminary meeting: 16 April 2018, 11 am, Lecture Hall C
Course B:
29 May 2018–14 June 2018
Experiment days: Tue–Thu, 9 am–6 pm
Preliminary meeting: 16 April 2018, 11 am, Lecture Hall C
Course C:
19 June 2018–5 July 2018
Experiment days: Tue–Thu, 9 am–6 pm
Preliminary meeting: 16 April 2018, 11 am, Lecture Hall C
Scripts
Download the course scripts and further documents on the OLAT eLearning platform.
Internship management
Dr. Patrick Ziegelmüller
Room 113 / BC I
Tel: +49 40 42838-2843
ziegelm[at]chemie.uni-hamburg.de
Praktikum Biochemie
Das Praktikum Biochemie (62-405.3) wird für Studierende des Bachelorstudiengangs Molecular Life Sciences angeboten und wird im 3. Fachsemester durchgeführt. Voraussetzung ist die gleichzeitige Teilnahme an den Übungen und der Vorlesung Proteinchemie.
Das Praktikum vermittelt grundlegende Kenntnisse im Bereich Enzymkinetik. Es besteht dabei aus vier unterschiedlichen Versuchsteilen, die an 5-6 Nachmittagen im laufenden Semester durchgeführt werden. Im Rahmen des Praktikums soll eine Einführung in die Handhabung enzymatischer Nachweissysteme gegeben werden. Dazu wird zunächst das Prinzip des photometrischen Tests zur Aktivitätsmessung von Enzymen anhand von Initialgeschwindigkeitsmessungen sowie anhand des integrierten Geschwindigkeitsgesetzes erläutert und anschließend die Enzymaktivität in Abhängigkeit unterschiedlicher Reaktionsbedingungen durch die Ermittlung der Geschwindigkeitskonstanten untersucht.
Vergleichend werden enzymkinetische Analysen zu Einsubstrat-Reaktionen, gekoppelten Testsystemen und Hemmreaktionen anhand verschiedener enzymatischer Reaktionen durchgeführt und im Anschluss jeweils in einem Protokoll ausgewertet.
Nach Testat aller Protokolle wird ein Abschlusskolloquium abgelegt. Zum Abschluss des Moduls findet hzudem eine Klausur zu Vorlesung, Übungen und Praktikum statt.
Praktikumsleitung
Dr. Andreas Czech
Telefon: (040) 42838 - 4513
E-Mail: Andreas.Czech@chemie.uni-hamburg.de(katrin.seelhorst"AT"chemie.uni-hamburg.de)
Praktikum Biochemie der RNA
Praktikum Biochemie der RNA ((62-455.3) ist für Studierende der Masterstudiengänge Biologie, Bioinformatik, Chemie und Molecular Life Sciences.
Voraussetzung ist die Absovlierung des Moduls Biochemie (CHE 21 mit 12 LP) oder eines äquivalenten Moduls.
Praktikumsleitung
Dr. Andreas Czech
Telefon: (040) 42838 - 4513
E-Mail: Andreas.Czech~AT~chemie.uni-hamburg.de
Praktikum Strukturbiochemie
Praktikum Strukturbiochemie (62-417.3) für Studierende des Bachelorstudiengangs Molecular Life Sciences.
Praktikumsleitung
Prof. Dr. Christian Betzel
Telefon: (040) 42838 - 6069
E-Mail: Christian.Betzel~AT~uni-hamburg.de
Praktikum Strukturbiologie
Praktikum Strukturbiologie (62-452.3) für Studierende des Masterstudiengangs Molecular Life Sciences.
Praktikumsleitung
Prof. Dr. Christian Betzel
Telefon: (040) 42838 - 6069
E-Mail: Christian.Betzel~AT~uni-hamburg.de
Praktikum Grundlagen der Physik
Praktikum Grundlagen der Physik (62-407.3) für Studierende des Bachelorstudiengangs Molecular Life Sciences.
Praktikumsleitung
Prof. Dr. Christian Betzel
Telefon: (040) 42838 - 6069
E-Mail: Christian.Betzel~AT~uni-hamburg.de
Praktikum Physik für Pharmazeuten
Praktikumsleitung
Telefon: (040) 42838 - 6069
E-Mail: Christian.Betzel~AT~uni-hamburg.de
Vacation course for schoolchildren
The vacation course for schoolchildren takes place during the fall break in Hamburg.
Course dates
TBA
Experiment duration: 4 or 8 hours, depending on the experiment
Contact for biochemistry
Dr. Patrick Ziegelmüller
Room 113 / BC I
Tel: +49 40 42838-2843
ziegelm[at]chemie.uni-hamburg.de
Course for upper secondary level Gymnasium students
This course is for pupils in the upper secondary level at a Gymnasium in Hamburg who have opted to specialize in chemistry and/or biology.
Course dates
Due to a lack of funding, we are unfortunately unable to offer any experiments in 2018.
Internship management
Dr. Patrick Ziegelmüller
Room 113 / BC I
Tel: +49 40 42838-2843
ziegelm[at]chemie.uni-hamburg.de
Queries
Contact <span class="t"><span style="color: blue;">Dr. Patrick Ziegelmüller</span></span>(ziegelm"AT"chemie.uni-hamburg.de?subject=Lehre) if you have any questions about our internships.